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2019 , Vol. 40 >Issue 4: 724 - 730

DOI: https://doi.org/10.3969/j.issn.1000-2561.2019.04.015

生物技术与组织培养

‘金皇后’变叶木的组培快繁技术研究

  • 韦爱玉 ,
  • 许颖妍 ,
  • 杨柠曳 ,
  • 姜琳 ,
  • 胡计红 ,
  • 杨惠婷 ,
  • 蔡灿军 ,
  • 陈建军 ,
  • 陈桂信 , * ,
  • 潘东明 , *
展开
  • 福建农林大学园艺产品贮运保鲜研究所,福建福州 350002
*陈桂信（CHEN Guixin）,E-mail：
潘东明（PAN Dongming）,E-mail：。

韦爱玉（1992—）,女,硕士,研究方向：花卉与景观园艺。

收稿日期: 2018-07-28

  要求修回日期: 2019-01-22

  网络出版日期: 2019-05-21

基金资助

福建省林业科学研究项目(H2014020)

福建省高原学科建设项目(102/71201801101)

版权

版权所有，未经授权，不得转载、摘编本刊文章，不得使用本刊的版式设计。
收起

In Vitro Propagation of Codiaeum variegatum ‘Golden Queen’

  • WEI Aiyu ,
  • XU Yingyan ,
  • YANG Ningye ,
  • JIANG Lin ,
  • HU Jihong ,
  • YANG Huiting ,
  • CAI Canjun ,
  • CHEN Jianjun ,
  • CHEN Guixin , * ,
  • PAN Dongming , *
Expand
  • Institution of Postharvest Science and Technology of Horticultural Products, Fujian Agriculture and Forestry University, Fuzhou, Fujian 350002, China

Received date: 2018-07-28

  Request revised date: 2019-01-22

  Online published: 2019-05-21

Copyright

Copyright reserved © 2019. Office of Acta Agronomica Sinica All articles published represent the opinions of the authors, and do not reflect the official policy of the Chinese Medical Association or the Editorial Board, unless this is clearly specified.
Fold

摘要

以变叶木‘金皇后’的顶芽和带腋芽茎段为外植体进行离体快繁研究,建立‘金皇后’的离体快繁研究体系,为‘金皇后’的工厂化生产提供理论依据和技术支撑。结果表明：外植体表面消毒的最适条件为75%酒精消毒30 s后再用0.1%升汞消毒10 min,消毒后的污染率为22.63%,成活率最高达72.77%。最适初代培养基为MS+6-BA 2.0 mg/L+IBA 0.2 mg/L,有效不定芽数可达3.75。最适继代增殖培养基为MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L,增殖系数达10.77。最适生根培养基为1/2MS+IBA 1.5 mg/L,生根率达100%。最适的移栽基质为泥炭土+沙+蛭石（3∶1∶1）,成活率达90%。

关键词： 变叶木属; 变叶木‘金皇后’; 离体快繁

本文引用格式

韦爱玉 , 许颖妍 , 杨柠曳 , 姜琳 , 胡计红 , 杨惠婷 , 蔡灿军 , 陈建军 , 陈桂信 , 潘东明 . ‘金皇后’变叶木的组培快繁技术研究[J]. 热带作物学报, 2019 , 40(4) : 724 -730 . DOI: 10.3969/j.issn.1000-2561.2019.04.015

Abstract

Rapid propagation in vitro of Codiaeum variegatum ‘Golden Queen’ was studied using apical buds and stem segments with axillary buds as the explants. Establish a research system for the rapid growth of the ‘Golden Queen’ to provide theoretical basis and technical support for the factory production of the ‘Golden Queen’. The optimum conditions for the surface disinfection of the explants was disinfected first by 75% of alcohol for 30 s and then by 0.1% mercuric chloride for 10 min, which resulted in a pollution rate of 25.2% and a high survival rate of 72.77%. The best primary culture medium was MS+6-BA 2.0 mg/L+IBA 0.2 mg/L, on which the bud induction rate was 3.75. The best medium for proliferation was MS+6-BA 1.0 mg/L+ NAA0.2 mg/L, on which the proliferation coefficient was 10.77. The most suitable medium for rooting was 1/2MS+ IBA 1.5 mg/L, on which the rooting rate reached 100%. The optimum medium for transplanting the in vitro seedlings was peat, sand, and vermiculite at the ratio 3:1:1, respectively, on which the survival rate was 90%.

Key words： Codiaeum; Codiaeum variegatum ‘Golden queen’; rapid propagation in vitro

变叶木[Codiaeum variegatum (L.) A. Juss.]是大戟科变叶木属的多年生常绿阔叶灌木,原产于热带地区的马来半岛和大洋洲。变叶木叶形独特,伴有各色斑点、线条和斑块,观赏价值较高,广泛应用于园林造景和庭院观赏[1,2,3]。目前变叶木的主要繁殖方式为扦插、压条和播种[4]。扦插和压条繁殖存在所需材料多、对母株伤害大、生根困难、繁殖速度慢、繁殖系数低、对外界环境要求高等问题,无法满足市场需求,制约了变叶木种苗的商品化、规模化和产业化生产。组培快繁技术具有所需繁殖材料少、繁殖系数高、能保持母株的优良特性、不受季节限制等优点,适用于观赏植物的规模化、商品化生产,是现代观赏植物良种繁育的主要方式之一[5]。1984年谭文澄等[1]在国内率先对变叶木‘洒金柳’进行了组培快繁研究,发现6-BA（6-苄氨基腺嘌呤）用于初代侧芽诱导时的浓度为1~2 mg/L,继代增殖时浓度为2~3 mg/L时可获得大量的增殖芽;周祖富等[6]、蔡明等[7]和李玉巧等[8]以茎尖、茎段和侧芽为试材先后对变叶木‘洒金榕’进行组培快繁研究,朱艳等[9]用正交实验法研究了不同生长调节剂对琴叶变叶木叶片愈伤组织诱导的影响,陈建军等[10,11]的研究侧重于对变叶木体细胞胚胎方面的诱导。
本研究以变叶木‘金皇后’的带腋芽茎段为外植体,研究了灭菌方式、不同培养基以及植物生长调节剂种类和浓度对组培苗诱导、增殖和生根培养的影响,初步建立了该品种的快繁体系,为完善变叶木大规模组培生产提供了科学依据。

1 材料与方法

1.1 材料

变叶木‘金皇后’植株购自福州市建新花卉市场,移植到福建农林大学科技园12栋14号温室内,喷施100倍多菌灵溶液30 d后,剪取木质化枝梢作为试验材料。

1.2 方法

1.2.1 外植体表面灭菌处理及培养 将剪取的‘金皇后’枝梢去叶,用5%的雕牌洗衣粉溶液浸泡30 min,然后用流水冲洗1 h。在超净工作台中进行以下消毒处理：75 %酒精浸泡消毒时间分别设为10、20、30 s 3个处理,然后用无菌水冲洗3次,接着用0.1 %升汞消毒处理,处理时间设为8、10、15 min（处理过程中加入2~3滴的吐温20,期间不断地摇动）。消毒完成后用无菌水冲洗5次,然后用滤纸吸干插穗表面水分备用。
外植体基部切掉约0.5 cm,顶芽和带腋芽茎段接种于MS+6-BA 0.5 mg/L+IBA 0.5 mg/L培养基中[12]。上述每个处理接种45瓶,每瓶接种1个外植体,3次重复。培养基中添加蔗糖30 g/L、琼脂6 g/L,调节pH至5.8~6.0。培养条件：温度(25±2) ℃、光照强度2000 lx、光照时间16 h/d（以下培养条件同）。接种10 d后,观察外植体污染情况。30 d后观察外植体的生长发育情况,统计污染率、枯死率和成活率。
污染率=污染数/接种数×100%
枯死率=枯死数/接种数×100%
成活率=消毒成功并萌芽的茎段数/接种数×100%
1.2.2 初代培养 剪取经过最佳消毒组合处理的茎尖和带腋芽茎段,接种至不同浓度的6-BA（0.5、1.0、1.5、2.0 mg/L）和IBA（吲哚丁酸）（0.1、0.2、0.5 mg/L）组合的MS培养基中;每个生长调节剂组合接种45瓶,每瓶接种2个外植体,重复3次,接种后30 d记录诱导芽生长状况,并统计有效芽数。
平均有效芽数=诱导的芽数/接种的芽数
1.2.3 继代增殖 将初代培养获得的同一批次长势相近的嫩芽切下,分别接种于WPM/MS/ER和6-BA 1.0 mg/L+IBA 0.2 mg/L[12]的培养基上;并以最佳基本培养基获得的同一批次长势相近组培苗为材料,接入6-BA（1、1.5、2 mg/L）,NAA（萘乙酸）和IBA 0.2 mg/L为植物生长调节剂组合的培养基中;每种培养基接种10瓶,每瓶接种2个组培苗,重复3次,接种后每隔10 d观察芽或顶端生长情况,30 d后统计芽诱导情况,计算增殖系数,测量株高、叶宽,40 d为一个继代周期。
增殖系数=新增芽数/接种数
平均株高=总株高/总株数
平均叶宽=总叶宽/总株数
1.2.4 生根培养 将增殖培养获得的同一批次长势相近高约1~2 cm的苗切下,接种在以1/2MS为基本培养基和不同浓度的NAA和IBA（0.5、1.0、1.5、2.0 mg/L）为组合的培养基上;每个组合接种10瓶,每瓶接种1个组培苗,重复3次,接种10 d后,观察无根苗的生长情况,接种30 d后,统计生根率、平均根长、根数。
生根率=生根数/接种数×100%
平均根长=总根长/总根数
平均根数=总根数/总苗数
1.2.5 炼苗与移栽 在5月初,将同一生根诱导处理,长势健壮的生根苗,连同培养瓶转移到室外[温度(25±3)℃],开瓶盖炼苗,瓶中注约10 mL的无菌水。3 d后,从培养瓶中取出生根苗,洗去根部培养基,移植到泥炭土、沙和蛭石不同配比组合的基质中,每种组合基质移植50株,移栽苗置于室外拱形棚中,早晚浇水,移栽后30 d观察植株的生长情况,统计成活率。
成活率=成活苗/移栽苗×100%

1.3 数据处理

采用SPSS 22.0软件将试验所获得的数据进行方差分析和差异显著性检验。

2 结果与分析

2.1 外植体表面消毒

由表1可见,随着升汞和酒精的处理时间的延长,污染率和芽的诱导率均呈下降趋势,而枯死率则呈上升趋势,当0.1%升汞消毒时间为8 min时,污染率较高,均高于50%;当消毒时间为12 min时,虽然污染率较低,但枯死率升高,成活率下降;其中以75%酒精消毒30 s再辅以0.1%升汞消毒10 min的组合消毒效果最好,污染率可降至22.63%,成活率可达72.77%。
表1 不同消毒方法对初代培养效果的影响

Tab. 1 Effect of different disinfection methods on survival rate of primary culture

编号
No.		 酒精消毒时间
Alcohol treatment time/s		 升汞消毒时间
Mercuric chloride treatment time/min		 污染率
Pollution rate/%		 枯死率
Dead rate/%		 成活率
Survival rate/%
1 10 8 61.53 0.00 38.47
2 20 8 57.34 0.00 42.66
3 30 8 52.60 0.00 47.40
4 10 10 37.50 1.11 61.39
5 20 10 25.80 3.50 70.70
6 30 10 22.63 4.60 72.77
7 10 12 16.67 14.10 69.23
8 20 12 7.00 20.00 68.90
9 30 12 3.00 47.00 50.00

2.2 植物生长调节剂对初代诱导效果的影响

消毒过的茎段、茎尖外植体在培养基上培养10 d后,可见腋芽处萌出黄绿色小芽点,叶柄脱落;20 d后萌生的腋芽长度为0.5 cm;30 d后腋芽大量萌发。如表2所示,植物生长调节剂对诱导丛生芽影响较大,低浓度的6-BA（<2.0 mg/L）和IBA的培养基组合,容易诱导出愈伤组织,但丛生芽诱导率低,芽点萌生慢,平均诱导有效芽数仅为1.63。通过方差分析发现,当6-BA浓度为2 mg/L,IBA浓度为0.2 mg/L时,平均有效芽数显著升高（P<0.05,P<0.01）,达3.75个,且叶绿、新芽健壮。
表2 植物生长调节剂对初代诱导效果的影响

Tab. 2 Effects of plant growth regulators on the induction of buds on the primary generation

编号
No.		 6-BA/(mg·L-1) IBA/(mg·L-1) 平均有效芽数
Average effective bud number		 生长状况
Growth state
1 0.5 0.1 0.79±0.044gG 芽点弱,叶黄绿色,部分枯死
2 0.5 0.2 1.37±0.026fFED 顶芽萌生,叶黄绿色,诱导率低且慢
3 0.5 0.5 0.86±0.066gGF 部分有愈伤组织产生,芽弱,叶嫩绿
4 1.0 0.1 1.28±0.23fGFE 腋芽萌生,芽点黄绿色,外植体部分枯萎
5 1.0 0.2 1.60±0.22fDE 部分有愈伤组织产生,芽点嫩绿、瘦弱
6 1.0 0.5 1.84±0.25deCD 基部有少量深绿色愈伤组织,有效芽少、细弱
7 1.5 0.1 2.15±0.17cdCD 芽点黄绿,基部黄化
8 1.5 0.2 2.33±0.03bcBC 部分产生愈伤组织,叶片黄绿色
9 1.5 0.5 2.50±0.23bcB 基部有深绿色愈伤组织,叶黄绿色,有效芽少
10 2.0 0.1 2.67±0.48bB 顶芽、腋芽萌生,芽长势一般
11 2.0 0.2 3.75±0.33aA 产生少量愈伤组织,芽点多,叶绿,新芽健壮
12 2.0 0.5 2.20±0.20cdBC 基部有少量深绿色愈伤组织,有效芽

Note: Different lowercase letters in the same column indicate significant difference at the 0.05 level, and different uppercase letters indicate extremely significant difference at the 0.01 level.

注：同列不同小写字母表示在0.05水平差异显著,不同大写字母表示在0.01水平差异极显著。

2.3 不同种类基本培养基对继代增殖的影响

如表3所示,培养基种类会对继代增殖产生影响。继代在WPM与MS培养基上培养时,以腋芽增殖为主要分生方式。以WPM为基本培养基的组培苗叶片呈嫩绿色、细长状,增殖芽细小,节间长,有愈伤组织产生。以MS为基本培养基的组培苗叶片呈绿色,增殖芽健壮,节间适中。以ER为基本培养基的组培苗,茎尖叶色黄绿,增殖芽细小,节间较长（图1）。方差分析结果显示,组培苗增殖系数在不同基本培养基上不同,在MS培养基上时,增殖系数比ER、WPM上高,且差异极显著（P<0.01）,组培苗高度以在ER培养基上最高,且显著高于其他2种培养基（P<0.05）。MS培养基上组培苗的叶片宽度最宽,显著宽于 ER、WPM培养基（P<0.05）。
表3 不同种类基本培养基对继代增殖的影响

Tab. 3 Effects of different basic media on subculture proliferation

培养基
Culture medium		 增殖方式
Proliferation mode		 增殖系数
Proliferation coefficient		 株高
Plant height/cm		 叶宽
Leaf width/cm		 生长状况
Growth state
ER 腋芽增殖 5.06±2.27bB 1.20±0.037aA 0.18±0.04bA 芽细小,节间长,茎尖叶黄绿
WPM 腋芽增殖 4.33±0.58bB 0.96±0.15bA 0.23±0.02bA 芽细小,节间长,叶细长、嫩绿
MS 侧芽增殖 10.77±0.25aA 0.94±0.14bA 0.31±0.01aA 芽健壮,节间适中,叶绿

Note: Different lowercase letters in the same column indicate significant difference at the 0.05 level, and uppercase letters indicate extremely significant difference at the 0.01 level.

注：同列不同小写字母表示在0.05水平上差异显著,不同大写字母表示在0.01水平上差异极显著。

图1 ‘金皇后’组培苗在不同种类基本培养基上的生长情况

A：WPM+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L上产生的丛生芽;B：ER+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L上产生的丛生芽;C：MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L上产生的丛生芽。

Fig. 1 Growth of Codiaeum variegatum ‘Golden Queen’on different basic media

A: Clustered shoots proliferating on WPM+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L; B: Clustered shoots proliferating on ER+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L; C: Clustered shoots proliferating on MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L.

2.4 不同植物生长调节剂组合对继代增殖的影响

以MS为基本培养基时,不同种类和浓度的生长调节剂组合对组培苗增殖系数、株高、叶长具有显著影响（图2C,图2D）,以MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L培养基上的不定芽诱导效果为最优,诱导的丛生芽叶片浓绿,芽苗健壮。
图2 ‘金皇后’丛生芽增殖的过程

A：组培苗在培养基MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L上10 d;B：组培苗在培养基MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L上20 d;C：组培苗在MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L培养基上30 d;D：组培苗在MS+6-BA 1.0 mg/L+ NAA 0.2 mg/L培养基上60 d。

Fig. 2 Four different proliferating stages of Codiaeum variegatum ‘Golden Queen’

A: Tissue culture seedling cultured in medium MS+6-BA1.0 mg/L+NAA0.2 mg/L for 10 d; B: Tissue culture seedling cultured in medium MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L for 20 d; C: Tissue culture seedling cultured in medium MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L for 30 d; D: Tissue culture seedling cultured in medium MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L for 60 d.

由表4可见,不同处理组合间在增殖系数、芽苗株高和叶长等指标上,有显著性或极显著差异（P<0.05,P<0.01）。当NAA浓度为0.2 mg/L或当IBA浓度为0.2 mg/L时,随着6-BA 浓度的升高,组培苗增殖系数、芽苗株高和叶片长度反而下降,且芽苗质量下降,叶片出现黄化现象。其中以MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 0.2 mg/L培养基上的组培苗增殖生长最好,增殖系数为10.77,因此最适合作为继代增殖培养组合。
表4 不同植物生长调节剂组合对继代增殖的影响

Tab. 4 Effect of different hormone combinations on subculture multiplication

编号
No.		 6-BA/
(mg·L-1)		 NAA/
(mg·L-1)		 IBA/
(mg·L-1)		 增殖系数
Proliferation coefficient		 株高均值
Mean value of plant height/cm		 生长状况
Growth state
1 1.0 0.2 0.0 10.77±0.25aA 0.94±0.14aA 叶深绿,长势良好,丛生芽多,密
2 1.0 0.0 0.2 10.47±2.70aA 0.85±0.07abAB 叶绿,长势较好
3 1.5 0.2 0.0 6.39±0.34bB 0.65±0.05bcBC 叶色偏黄,长势较差,芽分化少
4 1.5 0.0 0.2 6.50±0.50bB 0.60±0.10bcC 叶色偏黄,叶片卷曲,长势较差
5 2.0 0.2 0.0 8.50±0.50abAB 1.00±0.11aABC 叶色偏黄,长势一般
6 2.0 0.0 0.2 6.83±0.76bB 0.58±0.10cC 叶色嫩绿,长势较差

Note: Different lowercase letters in the same column indicate significant difference at the 0.05 level, and different uppercase letters indicate extremely significant difference at the 0.01 level.

注：同列不同小写字母表示在0.05水平上差异显著,不同大写字母表示在0.01水平上差异极显著。

2.5 不同浓度的生长调节剂对生根的影响

接种15 d后,IBA处理组合发生不定根,IBA浓度为0.5 mg/L时诱导的不定根最长,约为1.0 cm（图3B）。在NAA处理的组合均出现愈伤组织,根萌发少且短小,伴有大量愈伤组织以及棉絮块状物（图3A）。由表5可知,IBA与NAA处理间的生根率具有显著（P<0.05）或极显著（P<0.01）差异,IBA处理组合的生根率高于NAA处理组合。当IBA浓度为0.5、1.5 mg/L时,生根率可达100%。当IBA浓度为1.5 mg/L时,无根苗平均根数、根长指标最高,此时根诱导率达100%,平均根数为8,平均根长为2.83 cm,在P<0.01水平上极显著高于其他处理。
图3 无根苗在培养基1/2MS+NAA 1.5 mg/L和1/2MS+IBA 1.5 mg/L上的生根效果

A：无根苗在1/2MS+NAA 1.5 mg/L培养基上生根培养15 d;B：无根苗在1/2MS+IBA 1.5 mg/L培养基上生根培养15 d;C：无根苗在1/2MS+ NAA 1.5 mg/L培养基上生根培养30 d;D：无根苗在1/2MS+IBA 1.5 mg/L培养基上生根培养30 d。

Fig. 3 Rooting effect of rootless explants in medium 1/2MS+ NAA 1.5 mg/L and 1/2MS+ IBA 1.5 mg/L

A: Rootless seedlings were rooted on 1/2MS+NAA 1.5 mg/L medium for 15 d; B: Rootless seedlings were rooted on 1/2MS+IBA 1.5 mg/L medium for 15 d; C: Rootless seedlings were rooted on 1/2MS+NAA 1.5 mg/L medium for 30 d; D: Rootless seedlings were rooted on 1/2MS+IBA1.5 mg/L medium for 30 d.

表5 不同浓度的生长调节剂下的生根效果

Tab. 5 Effect of different concentration of IBA or NAA on Rooting

编号
No.		 IBA
/(mg·L-1)		 NAA /(mg·L-1) 生根率
Rooting rate/%		 根数均值
Average root number		 根长均值
Average root length/cm		 生长状况
Growth state
1 0.5 0.0 100.00±0.00aA 5.33±0.76bB 2.07±0.25bB 愈伤组织较少,根细长
2 1.0 0.0 84.33±4.04bB 6.00±0.62bB 2.10±0.10bB 断根状,有脱叶,根部褐化,根细
3 1.5 0.0 100.00±0.00aA 8.00±0.50aA 2.83±0.15aA 愈伤组织较少,根壮
4 2.0 0.0 74.67±9.30cC 7.28±0.25aA 1.77±0.21bcB 少量有棉絮状块体、产生愈伤组织,短粗
5 0.0 0.5 77.33±9.29bcB 5.17±0.76bB 1.40±0.20cdCD 断根状,棉絮块体,有愈伤组织,根细短
6 0.0 1.0 44.00±1.00dC 2.97±0.45cC 1.13±0.20dD 断根状,部分脱叶,根多、细短
7 0.0 1.5 31.33±3.21eD 2.04±0.27dCD 1.33±0.31dCD 无根尖,有断根,褐化,根细
8 0.0 2.0 17.33±2.52fE 1.07±0.15eD 1.70±0.21dD 脱叶严重,根细

Note: Different lowercase letters in the same column indicate significance at the 0.05 level, and uppercase letters indicate extremely significance at the 0.01 level.

注：同列不同小写字母表示在0.05水平上差异显著,不同大写字母表示在0.01水平上差异极显著。

2.6 不同基质对组培苗移栽炼苗的影响

从表6可见,3号基质组合移栽成活率最高,移栽的50瓶生根苗中,有45株成活,成活率可达90%,生长状况好,叶色绿,生根苗长势壮。以3号基质配比（泥炭土+沙+蛭石,比例3:1:1）作为‘金皇后’移栽基质最佳。
表6 基质种类和配比对生根苗移栽的影响

Tab. 6 Effects of substrate types and ratios on transplanting rooting seedlings

编号
No.		 泥炭土
Peat soil		 沙
Sand		 蛭石
Vermiculite		 成活率
Survival ratio/%		 生长状况
Growth state
1 1 1 1 60.0 长势差,叶片脱落
2 0 1 1 88.0 长势较好,叶色偏黄
3 3 1 1 90.0 长势良好,叶绿

3 讨论

外植体的消毒成活率受消毒剂处理时间影响较大。用相同时间的酒精处理消毒后,外植体的污染率随着升汞处理时间的增加呈不断下降趋势,不过消毒后成活率随着升汞处理时间的增加呈先上升后下降的趋势[13]。顶芽或腋芽再生是木本观赏植物离体再生的主要途径[14],本研究中采用茎尖和茎段作外植体,与李文安[15]、谭文澄等[1]研究对变叶木取材部位一致。
基本培养基种类对组培苗的增殖有重要影响。陈正华[16]发现在97种木本植物中,70种适合使用MS作为增殖培养的基本培养基。通过比较3种基本培养基的组分发现,MS培养基中硝酸铵、硫酸钾、氯化钙和磷酸二氢钾等大量元素均高于WPM和ER培养基,所含的微量元素均大于WPM与ER。这表明‘金皇后’的继代增殖生长在以MS为基础培养基上较好可能与 MS 基本培养基中的无机盐、氮含量较高有关,为苗提供所需营养物质,从而加速其生长[17,18]。
外源激素通过改变内源激素的平衡而产生作用,而植物器官分化的倾向取决于内源激素的平衡,其中细胞分裂素能促进植物内激素的合成[19],芽的诱导和发育与内源激素的增加有关[20]。本研究发现‘金皇后’初代诱导过程中较高浓度的6-BA有利于不定芽的诱导,但在继代增殖阶段,6-BA的浓度越高越不利于组培苗丛生芽的诱导。据报道,6-BA浓度过高对组培苗的增殖生长起抑制作用[21,22,23,24],浓度选用范围一般在1.0~5.0 mg/L之间[8],初代培养以高浓度的6-BA和低浓度的NAA组合可直接诱导外植体产生不定芽[25],继代增殖中低浓度的6-BA和NAA组合,丛生芽状态较佳[26,27,28,29,30],研究还表明NAA的浓度宜控制在0.1~0.2 mg/L之间[8, 31-33],避免高浓度的NAA使增殖苗基部产生大量的愈伤组织[34]。
生长素能够有效的促进组培苗的生根[35,36],IBA的生根效果优于NAA。IBA诱导产生的根较长、生长快,且不定根直接来源于茎,根茎之间连接紧密,有利于植株扩大养分与水分的吸收范围。NAA诱导的根短而粗,根系吸收养分范围较小,不定根表面愈伤组织化严重,与茎之间有较大块的愈伤组织连接,在移栽时容易脱落、腐烂死苗,不利于试管苗的成活[9, 37]。王丽娟等[38]的研究也说明IBA有较好促进生根的作用且根的进一步生长较正常,移栽成活高。
在变叶木‘金皇后’的移栽炼苗过程中,发现移栽成活率最高的基质组合是（泥炭土+蛭石+沙,比例3:1:1）。泥炭土保水性、透气性较好,富含各类营养元素[39],蛭石具有调节土壤pH的作用[40],珍珠岩因排水快能改善土壤透气条件[41]。混合后的土壤孔隙度、持水量及土壤pH等条件比较适合‘金皇后’生根苗的生长。
‘金皇后’属阔叶类变叶木,叶上有金黄色斑点,形态美观、不易脱叶,极具观赏性,目前是我国的主栽品种之一。对‘金皇后’的组培快繁研究为其工厂规模化生产打下了基础,具有较大的应用价值。

The authors have declared that no competing interests exist.

作者已声明无竞争性利益关系。

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